Termitomyces clypeatus CTM-1的生长特性及菌丝球抑制方法文献综述

 2021-09-25 20:34:15

毕业论文课题相关文献综述

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1. 菌丝球的基本概念及丝状真菌生长的机制及成球机理

丝状真菌的形态发育过程被认为是高度极化生长的过程,主要表现在2个方面,即菌丝体分支形成的多极性以及尖端延伸的不对称性[1],丝状真菌微观形态的发展过程决定了菌丝体最终的宏观形态。

丝状真菌在极性生长的过程中,多种细胞骨架成分、蛋白质、脂类、细胞器、信号分子以及能量分子都会参与[2]。通常认为,丝状真菌的细胞骨架由微丝肌动蛋白 (Actin filaments)和微管 (Microtubules) 构成,运输蛋白以及合成细胞壁所需物质的分泌小泡沿着微管运输至顶体 (Spitzenkrper)。顶体是指菌丝体尖端具有丰富囊泡的细胞结构,其内部含有各种囊泡、核糖体、不同的功能蛋白质等等[3]。顶体在细胞的延伸与分支的形成过程中扮演着重要角色,它决定了细胞生长的中心及方向,同时也是组成微管和微丝肌动蛋白囊泡的转换站[4]。研究发现,只有在快速生长的菌丝体尖端才有顶体的存在。

在进行物质合成时,微丝肌动蛋白会固定在顶体的中央,然后将合成组织的囊泡运输至细胞质膜表面,在细胞质膜表面进行物质的合成。附着于顶体上的由多种蛋白组成的极性体(Polarisome) 在细胞核的分裂中起关键作用并控制着菌丝体的最大极性生长速率[4]。顶体是一个富含囊泡组织的结构,其囊泡包括几丁体、富含钙的小泡以及其他不明成分的小泡。一种机理认为,菌丝体分支的产生是由于大量的囊泡在菌丝体的尖端或者其他部位非正常聚集,超过了其生长部位的容纳能力,为了容纳这些小泡,尖端一分为二,分支形成[5]

对于菌丝球在发酵过程中的形成机制在国内外已有研究,雷德柱[6]提出菌丝球的形态结构与菌丝的活力和弹性有关。发酵早期,菌丝充满活力,富有弹性,不容易被剪切力刮落,即使被刮落也能迅速恢复生长,因此核占菌丝球体积的较小部分;发酵中期,菌丝生长速度下降,并开始分化,菌丝容易被刮落,菌丝弹性和长度下降,核占菌丝球的体积比上升;发酵后期,菌丝高度液泡化,弹性迅速下降,菌丝球变得非常光滑。根据菌丝形态的不同,菌丝可分为生长菌丝、成熟菌丝、异常菌丝和降解菌丝四种不同生理状态的菌丝[7]

2. 结球对目标成分生成以及菌丝生长的影响

在絮状状态下,Aspergillus niger的会产生蛋白酶的量会大于350 U/g,而在球状状态下,得到的产物的量降低,至多只有150 U/g。如果在里氏木霉合成组织型的纤溶酶原激活剂(tPA)时,使用絮状的菌体进行菌丝体的培养,那么得到的发酵液则是较为黏稠的纸糊状的液体,且一般都会得到相当高的t-PA酶活力,如果用菌球进行菌丝体的培养,那么会得到的培养液则是比较清澈的液体,并且得到的t-PA酶的活力也不会很高。朱传合[8]通过实验得出菌球团块的形成会显著影响到菌球生产出阿维拉霉素,使产物减少。菌体的生物量越高那么阿维拉霉素的产出量也越高,菌丝团体积越大则阿维拉霉素的产出量越低。

发酵产物的产量也会随着菌球直径不同的而受到影响:菌球直径过大时,会给氧气和物质的传输带来阻碍,使这些营养物质只能到达菌球的外部,不易到达菌球的内部,从而会使菌球的内部产生空洞,从而抑制了菌体合成目标产物的也影响到了菌体的正常生理代谢。。

3. 丝状真菌形态的影响因素

3.1 发酵培养基对丝状真菌形态控制的影响

根据微生物生长的特性,通过优化培养基的成分以及组成,如碳源、氮源、金属离子的浓度及种类,控制丝状真菌形态。Nielsen等研究了不同葡萄糖糖浓度下黑曲霉 Aspergillus niger 菌丝体的生长情况,研究发现在不同糖浓度下,菌丝体的分支情况会有所区别[9]。氮源也是影响菌丝体形态的重要因素,在丝状真菌的培养中,如果氮源过于丰富,菌丝体生长速率过快,生物量会急剧增加不受控制,由于发酵液的流变性是菌丝体的生物量相关联的,生物量过大将导致发酵体系中菌丝体粘连成团块状,导致发酵失败。例如Shi 等在利用顶头孢霉菌Cephalosporins acremonium 发酵产头孢菌素C(CPC) 的过程中发现,通过采用硫铵-豆油偶联型流加策略,将氨态氮浓度控制在3~6 g/L 的范围,使得细胞在发酵中期正常分化为高度膨胀菌丝体,并为发酵后期利用豆油进行CPC 的合成奠定基础,实现了CPC的高产[10]。常见的必需微量金属离子,对菌丝体的形态发育是非常重要的。Ca2 离子被证明参与了丝状真菌菌丝体生长合成过程中蛋白质激酶的合成,而Na 、K 、Fe2 、Mn2 、Zn2 离子都与菌丝体合成过程有关[11]

3.2 发酵条件对丝状真菌形态控制的影响

发酵培养条件一般包括接种量、温度、pH、发酵液流场情况以及供氧等。实践证明,发酵条件的优化是控制丝状真菌形态的有效手段。由于丝状真菌为多细胞结构,假设菌丝体在发酵过程中不被打碎,基于种群的数量平衡原理,孢子的接种浓度直接决定了其种群的数量[12]。适合的接种浓度,对于控制发酵体系中的生物量以及最佳形态的获得都十分重要。pH对菌丝体形态的影响主要表现为孢子的聚集状态与环境pH密切相关,推测其机理是pH与孢子表面带电特性相关;不适的pH也会抑制胞内酶的活性、细胞壁通透性等从而影响菌体生长。搅拌是影响丝状真菌发酵过程相当重要的因素,也是相对容易改变的因素。搅拌转速会影响温度、质量及动量的传递,搅拌对菌丝体的物理剪切作用也是引起众多研究者兴趣的课题之一。发酵系统是一个包括固相、液相、气相的非均相系统,质量的传递过程受不同相间湍动程度的影响,搅拌则是这种湍动的主要动力来源。随着搅拌转速的增加,球状菌丝体直径会变小,变得更加致密,同时还有破碎菌丝体的存在[13]。研究人员提出了菌球破坏的3种机理:菌丝球与漩涡之间的相互作用、搅拌桨边缘或者挡板剪切力与菌丝球的作用以及菌丝球与菌丝球之间的相互冲击[14]。Cui 等的研究发现,菌丝球表面菌丝体的长度与反应容器中输入的功率存在关联,即菌丝体长度正比于单位体积输入功率ε的0.25次方[15],以此推断菌球破坏的机理是漩涡的剪切作用对菌丝体做功导致了菌丝体的破坏,其以胡克定律建立的菌丝体破坏机理模型很好地预测了菌球在发酵体系中的破坏情况。

搅拌还会改变菌球与液相主体之间边界层的质量传递情况。以氧气的传递为例,搅拌转速的增加可以增强氧气传递。在搅拌速度增加的时候,菌球的致密度会增加,但是,到底是由于剪切的改变还是由剪切引起的溶氧改变引起了菌球致密度的改变,其结果待进一步深入研究。Cui等在不改变搅拌速度和通气量的情况下,改变通入反应器中氧的比例,将反应过程中的溶氧情况从5%增加至330%,结果发现,单位面积的菌丝体生物量随着溶氧的增加而增加(认为氧的生长为生物量的关键基质),但是并不受外界搅拌速度的改变影响;由此推断,在菌球内部的传质机理为分子扩散,液相主体的对流与湍流对菌球内部的传质影响甚微[16]。但是Cui 等的解释中忽略了风量的输入不仅伴随着氧气的输入也伴随着能量的输入,即通风也会给发酵体系输入能量,最明显的例子是在气升式的发酵罐中,通风会给发酵体系输入能量。 Lin等则研究了在相同的总功率下,分别改变搅拌功率和通风功率对黑曲霉菌球形态的影响;结果发现,随着通风输入功率的增加,菌丝球在直径上会明显减小,在数量上会明显增加,而且偏向于形成致密度不高的小球,非常利于黑曲霉菌株糖化酶的生产[17]

4. 本课题的研究目的与意义

在液体深层发酵中,会明显的干扰到发酵液的流变特性的一项很重要的参数就是丝状菌的菌丝形态及菌丝的生理特性,从而会影响到传质效率和目的产物的合成,获得目标产物最大产量的指标的关键是在深层发酵过程中控制适宜的菌球大小。本文考察了CTM-1在优化培养基中的生长特性,通过单因素实验确定最佳培养温度。探究了氮源种类及pH对鸡枞菌菌丝球的形态的影响。为鸡枞菌的菌丝体大规模的培养提供思路,奠定前期基础。

参考文献

[1] Meyer V, Arentshorst M, Flitter SJ, et al. Reconstruction of signaling networks regulating fungal morphogenesis by transcriptomics[J]. Eukaryot Cell, 2009, 8(11): 1677-1691.

[2] Harris SD, Read ND, Roberson RW, et al. Polarisome meets spitzenkrper: microscopy, genetics, and genomics converge[J]. Eukaryot Cell, 2005, 4(2): 225-232.

[3] Osiewacz HD. Molecular Biology of Fungal Development[J]. Florida: CRC Press, 2002: 32-33.[4] Grosse C, Heinekamp T, Kniemeyer O, et al. Protein kinase A regulates growth, sporulation, and pigment formation in Aspergillus fumigatus[J]. Appl Environ Microbiol, 2008, 74(15): 4923-4934.

[5] Knechtle P, Dietrich F, Philippsen P. Maximal polar growth potential depends on the polarisome component AgSpa2 in the filamentous fungus Ashbya gossypii[J]. Mol Biol Cell, 2003, 14(10): 41404150.

[6] 雷德柱, 于淑娟. 灰树花深层发酵过程中菌丝球形态结构的研究[J]. 食用菌学报. 2003, 10(1):6~117

[7] Nielsen J, J N, Nielsen J, et al. Hyphal growth and fragmentation of Penicillium chrysogenum in submerged cultures[J]. Biotechnology and Bioengineering, 1995, 46:588598.

[8] 朱传合, 贺亚男, 韩振林, 等. 产绿链酶菌发酵生产 Avilamycin菌丝结团问题研究[J]. 饲料工业, 2006, 27(4): 22-25.

[9] Christiansen T, Spohr AB, Nielsen J. On-line study of growth kinetics of single hyphae of Aspergillus oryzae in a flow-through cell[J]. Biotechnol Bioeng , 1999, 63(2): 147153

[10] Sang MN, Yuan GQ, Li HF, et al. Cephalosporin C fermentation performance under different ammonium sulfate and soybean oil feeding strategies[J]. Microbiol China, 2011, 38(9): 13211330

[11] Nielsen J, Villadsen J. Modelling of microbial kinetics[J]. Chem Eng Sci, 1992, 47(17/18): 42254270.

[12] Metz B. From pulp to pellet[D]. Delft: Delft University of Technology, 1976.

[13] Ayazi Shamlou P, Makagiansar HY, Ison AP, et al. Turbulent breakage of filamentous microorganisms in submerged culture in mechanically stirred bioreactors[J]. Chem Eng Sci, 1994, 49(16): 26212631.[14] Cherry RS, Papoutsakis ET. Physical mechanisms of cell damage in microcarrier cell culture bioreactors[J]. Biotechnol Bioeng, 1988, 32(8): 10011014.[15] Cui YQ, van der Lans R, Luyben KCAM. Effect of agitation intensities on fungal morphology of submerged fermentation[J]. Biotechnol Bioeng, 1997, 55(5): 715726.[16] Cui YQ, Okkerse WJ, van der Lans RG, et al. Modeling and measurements of fungal growth and morphology in submerged fermentations[J]. Biotechnol Bioeng, 1998, 60(2): 216229.[17] Lin PJ, Scholz A, Krull R. Effect of volumetric power input by aeration and agitation on pellet morphology and product formation of Aspergillus niger[J]. Biochem Eng J, 2010, 49(2): 213220.

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